Объекты стерилизации при паровом методе стерилизации. Паровой метод стерилизации

Стерилизация - это метод, обеспечивающий гибель в стерилизующем материале вегетативных и споровых патогенных и непатогенных микроорганизмов. С помощью стерилизации, независимо от способа применения, достигают полного обеспложивания, что практически означает отсутствие признаков жизни на стерилизуемом объекте. Стерилизации должны подвергаться все изделия, соприкасающиеся с раневой поверхностью, контактирующие с кровью или инъекционными препаратами и отдельные виды медицинских инструментов, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистыми и могут вызвать ее повреждение.

Методы стерилизации:

Паровой;

Воздушный;

Химический;

Газовый.

Паровой метод стерилизации

Его применяют для изделий из коррозийно-стойких металлов, стекла, текстиля, резины. Стерилизацию производят насыщенным паром под избыточным давлением в паровом стерилизаторе - автоклаве.

Автоклав представляет собой котел с двойными стенками, между которыми находится водопаровая камера. В нее через воронку вливают воду. Образующийся пар проходит в стерилизационную камеру, где расположен стерилизуемый материал. Уровень воды определяют по водомерной трубе. Аппарат герметично закрывают крышкой, которую привинчивают болтами с гайками или центральным затвором. На крышке имеется манометр, стрелка которого указывает давление в аппарате. Снаружи аппарат покрыт кожухом. Под нижнюю часть аппарата подводят источник тепла для нагревания воды и образования пара. При заполнении аппарата паром давление в нем повышается и соответственно повышается температура. Пар проникает во все поры предмета, и содержащиеся в нем микробы погибают. Стерилизацию проводят в стерилизационных коробках (биксах), в двойной мягкой упаковке из бязи, пергамента, бумаги, мешочной непропитанной бумаге, мешочной влагопрочной.

Для контроля стерилизации в бикс закладывают ленту Винара, которая изменяет цвет до эталона.

Металлические биксы, применяемые для стерилизации, выпускают диаметром 16 см (малые биксы), 25 см (средние биксы) и 45 см (большие биксы). Наиболее распространены круглые биксы, но существуют и квадратные. В хирургическом отделении на 70-100 коек нужно иметь не менее 10 малых, 15 средних и 25 больших биксов. Чтобы пар мог проникнуть внутрь барабана, по окружности бикса проделаны отверстия, которые открываются или закрываются перемещением металлического ободка с окнами, соответствующими группам отверстий. Герметичность бикса обеспечивает зажимающее устройство, которое плотно прижимает ободок к стенке барабана. Исправность этого устройства надо проверять каждый раз перед укладкой в барабан перевязочного материала или белья, так как при нарушении герметичности содержимое бикса может инфицироваться. Укладка белья в биксы.

Биксы вытирают изнутри и снаружи 0,5%-ным раствором нашатырного спирта, затем отодвигают на боковой стенке бикса круговую пластинку, закрывающую боковые отверстия, откидывают крышку и выстилают дно и стенки бикса холщовым мешком, салфеткой, простыней. При укладке белья и перевязочного материала следует соблюдать раз и навсегда установленный порядок - это позволяет быстро и легко найти необходимое. Аккуратно сложенное белье укладывают секторально друг за другом в вертикальном положении, чтобы можно было вынуть из бикса любую вещь, не трогая остальные. Перевязочный материал также укладывают с таким расчетом, чтобы каждую пачку или пакет можно было извлечь отдельно. Когда бикс наполнен, края выстилающей простыни заворачивают один на другой поверх содержимого. В один из биксов поверх простыни закладывают халат, а на него несколько марлевых салфеток и полотенце. Это необходимо, чтобы, вымыв руки, операционная сестра могла их вытереть и надеть стерильный халат, не открывая остального белья и материала. На крышке каждого бикса должна быть привязана клеенчатая этикетка с перечнем всего, что в нем содержится, с датой стерилизации, указанием фамилии сестры, готовившей бикс. Закрыв крышку бикса, ее укрепляют имеющимся крючком на цепочке и прочно привязывают тесьмой, чтобы она случайно не открылась. В заключение проверяют, открыты ли боковые отверстия биксов.

Укладка бикса с марлевыми салфетками

Сначала укладывают большие салфетки - 6 пачек по 10 шт., затем средние салфетки - б пачек по 10 шт., сверху малые салфетки - 5 пачек по 20 шт.

Укладка бикса с шариками и тампонами

Сначала малые тампоны - 4 пачки по 5 шт., средние тампоны - 6 пачек по 10 шт., затем большие тампоны - 4 пачки по 10 шт, сверху марлевые шарики - 2 мешочка по 30 шт.

Режимы и условия парового метода стерилизации.

1. При температуре 132 °С, давлении пара в стерилизационной камере 2 атм. в течение 20 мин рекомендуют стерилизацию для изделий из антикоррозийного материала, стекла, текстильных материалов.

2. При температуре 120 °С, давлении пара 1,1 атм. в течение 45 минут рекомендуют стерилизацию для изделий из резины и латекса, полимерных материалов.

Срок сохранения стерильности изделий, простерилизованных, в коробках без фильтров равен трем суткам, в стерилизационных биксах с фильтром - до 20 суток.

Воздушный метод стерилизации

Применим для изделий из резины силиконовой, металла, стекла. Стерилизацию проводят сухим горячим воздухом в воздушном стерилизаторе - сухожаровом шкафу.

Сухожаровой шкаф представляет собой электрический шкаф круглой или прямоугольной формы. Стерилизационная камера имеет сетки или лотки для размещения подвергаемых стерилизации предметов, термометр и специальное устройство для смешивания сухого и нагретого воздуха во время стерилизации. Нужную температуру устанавливают и поддерживают с помощью термоэлектрического реле. Перед стерилизацией из шкафа полностью удаляют влажный воздух, для чего при открытой дверце включают рубильники и нагревают камеру до 80 °С. После этого шкаф закрывают,и через 10-15 минут температура достигает 150-170 °С. Стерилизацию проводят в упаковке из бумаги непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной или без упаковки в открытых емкостях.

Режимы стерилизации.

1. При температуре 180 °С в течение 60 минут для изделий из металла.

2. При температуре 100 °С в течение 150 минут.

Химический способ стерилизации.

Применяют для изделий из полимерных материалов, резины, стекла, коррозийно-стойких металлов - этот способ еще называют холодной стерилизацией. В настоящее время в качестве рабочих растворов используют 6%-ный раствор перекиси водорода и дезоксон-1. Стерилизацию проводят в закрытых емкостях из пластмассы или покрытых эмалью. Эмалевое покрытие должно быть без повреждений.

Режимы стерилизации.

1. Раствор 6%-ный перекиси водорода при температуре не менее 18 °С - 360 минут.

2. При температуре 50 °С - 180 минут.

Газовый метод стерилизации.

Применяют для обеззараживания оптики, кардиостимуляторов, стекла, металла, изделий из полимерных материалов. Стерилизацию проводят в стационарных газовых стерилизаторах. Эффективным средством является смесь окиси этилена и бромистого метана (смеси ОБ и ОКЭМБ). Стерилизацию проводят в упаковке из двух слоев полиэтиленовой пленки толщиной 0,06-0,2 мм, пергамента, бумаги мешочной влагопрочной. Доза газа 2000 мг/дм 3 экспозиция - 240 ч. Срок хранения изделий, простерилизованных в полиэтиленовой упаковке, до пяти лет, в крафт-бумаге - 20 суток. Применяют стерилизацию парами 16%-ного формалина. С этой целью применяют специальный пароформалиновый стерилизатор. Применяют для изделий из резины, полимерных материалов, стекла. Условия проведения стерилизации и сроки сохранения стерильности идентичны стерилизации смесью ОБ и окисью этилена.

Стерилизация – метод, обеспечивающий гибель в стерилизуемом материале вегетативных и споровых форм патогенных и непатогенных микроорганизмов.

Стерилизации подвергают всœе изделия медицинского назначения, контактирующие с раневой поверхностью, кровью (в организме пациента или вводимой в него) и/или инъекционными препаратами, а также отдельные виды медицинских инструментов, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистой оболочкой и могут вызвать ее повреждение.

Изделия однократного применения, предназначенные для осуществления таких манипуляций, выпускаются в стерильном виде предприятиями-изготовителями. Их повторное использование запрещается.

Стерилизацию изделий медицинского назначения осуществляют физическими (паровой, воздушный, инфракрасный, гласперленовый), химическими (применение растворов химических средств, газовый, плазменный), радиационными методами, используя для этого соответствующие стерилизующие агенты и типы оборудования. Стерилизацию изделий проводят в централизованных стерилизационных, при отсутствии централизованных стерилизационных данный этап обработки осуществляют в отделœениях лечебных организаций.

Паровым методом стерилизуют общие хирургические и специальные инструменты, детали приборов, аппаратов из коррозионностойких металлов, стекла, бельё, перевязочный материал при 132º, 2атмосферы, 20 минут. Изделия из резин, латекса и отдельных видов пластмасс при 120º, 1,1 атмосфер, 45 мин;

Воздушным методом (180º – 60 мин, 160º – 150 мин) стерилизуют хирургические, гинœекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в т.ч. изготовленные из коррозионно-нестойких металлов, изделия из силиконовой резины. Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 85° до исчезновения видимой влаги. Использование сушильных шкафов (типа ШСС) для стерилизации воздушным методом запрещается.

Химический метод стерилизации с применением растворов химических средств, как правило применяют, для стерилизации изделий, в конструкции которых использованы термолабильные материалы, не позволяющие использовать другие официально рекомендуемые, доступные методы стерилизации.

Для химической стерилизации применяют растворы альдегидсодержащих, кислородсодержащих и некоторых хлорсодержащих средств, проявляющих спороцидное действие. (6% перекись водорода, 18°С на 6 часов, 6% перекись водорода, 50°С на 3 часа).

Во избежание разбавления рабочих растворов, особенно используемых многократно, погружаемые в них изделия должны быть сухими.

При стерилизации растворами химических средств всœе манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики; используют стерильные емкости для стерилизации и отмывания изделий стерильной питьевой водой от остатков средства. Изделия промывают согласно рекомендациям, изложенным в инструкции по применению конкретного средства.

Газовым методом стерилизуют изделия из различных, в т.ч. термолабильных материалов, используя в качестве стерилизующих средств окись этилена, формальдегид, озон. Перед стерилизацией газовым методом с изделий после предстерилизационной очистки удаляют видимую влагу. Стерилизацию осуществляют в соответствии с режимами применения средств для стерилизации конкретных групп изделий, а также согласно инструкциям по эксплуатации стерилизаторов, разрешенных к применению.

Плазменным методом , используя стерилизующие средства на базе перекиси водорода в плазменных стерилизаторах, стерилизуют хирургические, эндоскопические инструменты, эндоскопы, оптические устройства и приспособления, волоконные световодные кабели, зонды и датчики, электропроводные шнуры и кабели и другие изделия из металлов, латекса, пластмасс, стекла и кремния.

В стоматологических медицинских организациях (кабинœетах) допускается применять гласперленовые стерилизаторы , в которых стерилизуют боры различного вида и другие мелкие инструменты при полном погружении их в среду нагретых стеклянных шариков. Не рекомендуется использовать данный метод для стерилизации рабочих частей более крупных стоматологических инструментов, которые невозможно полностью погрузить в среду нагретых стеклянных шариков.

Инфракрасным методом стерилизуют стоматологические и некоторые другие инструменты из металлов.

При паровом, воздушном, газовом и плазменном методах изделия стерилизуют в упакованном виде, используя бумажные, комбинированные и пластиковые стерилизационные упаковочные материалы, а также пергамент и бязь (в зависимости от метода стерилизации), разрешенные для этой цели в установленном порядке. Упаковочные материалы используют однократно.

При паровом методе, кроме того, используют стерилизационные коробки с фильтрами.

При воздушном и инфракрасном методах допускается стерилизация инструментов в неупакованном виде (в открытых лотках), после чего их сразу используют по назначению.

Хранение изделий, простерилизованных в упакованном виде, осуществляют в шкафах, рабочих столах. Сроки хранения указываются на упаковке и определяются видом упаковочного материала согласно инструкции по его применению.

Стерилизация изделий в неупакованном виде допускается только при децентрализованной системе обработки в следующих случаях:

При стерилизации изделий медицинского назначения растворами химических средств;

При стерилизации металлических инструментов термическими методами (гласперленовый, инфракрасный, воздушный, паровой) в портативных стерилизаторах.

Все изделия, простерилизованные в неупакованном виде, целœесообразно сразу использовать по назначению. Запрещается перенос их из кабинœета в кабинœет.

При крайне важно сти, инструменты, простерилизованные в неупакованном виде одним из термических методов, после окончания стерилизации допускается хранить в разрешенных к применению в установленном порядке бактерицидных (оснащенных ультрафиолетовыми лампами) камерах в течение срока, указанного в руководстве по эксплуатации оборудования, а в случае отсутствия таких камер - на стерильном столе не более 6 часов.

Изделия медицинского назначения, простерилизованные в стерилизационных коробках, допускается извлекать для использования из стерилизационных коробок не более чем в течение 6 часов после их вскрытия.

Бактерицидные камеры, оснащенные ультрафиолетовыми лампами, допускается применять только с целью хранения инструментов для снижения риска их вторичной контаминации микроорганизмами

в соответствии с инструкцией по эксплуатации. Категорически запрещается применять такое оборудование с целью дезинфекции или стерилизации изделий.

При стерилизации изделий в неупакованном виде воздушным методом не допускается хранение простерилизованных изделий в воздушном стерилизаторе и их использование на следующий день после стерилизации.

При стерилизации химическим методом с применением растворов химических средств отмытые дважды стерильной водой простерилизованные изделия используют сразу по назначению или помещают на хранение в стерильную стерилизационную коробку с фильтром, выложенную стерильной простыней на срок не более 3 суток.

Все манипуляции по накрытию стерильного стола проводят в стерильном халате, маске и перчатках, с использованием стерильных простыней. Обязательно делают отметку о дате и времени накрытия стерильного стола. Стерильный стол накрывают на 6 часов. Не использованные в течение этого срока материалы и инструменты со стерильного стола направляют на повторную стерилизацию.

Не допускается использование простерилизованных изделий медицинского назначения с истекшим сроком хранения после стерилизации.

Учёт стерилизации изделий медицинского назначения ведут в журнале по учетной статистической форме.

.алгоритм укладки биксов для накрытия стерильного стола в процедурном кабинœете

(учебная укладка)

Стерилизация - понятие и виды. Классификация и особенности категории "Стерилизация" 2017, 2018.

Прокаливание на огне. Это надежный метод стерилизации, но он имеет ограниченное применение из-за порчи предметов. Таким спосо­бом стерилизуются бактериологические петли.

Стерилизация сухим жаром. Проводится в печи Пастера (сухожа------

ровый шкаф) при температуре 160-170°С в течение 1-го часа. Этим способом стерилизуют лабораторную стеклянную посуду, пипетки, за­вернутые в бумагу, пробирки, закрытые ватными пробками. При тем­пературе выше 170°С начинается обугливание бумаги, ваты, марли.

Стерилизация паром под давлением (автоклавирование). Наиболее универсальный метод стерилизации. Проводится в автоклаве - водо-паровом стерилизаторе. Принцип действия автоклава основан на за­висимости температуры кипения воды от давления.

Автоклав представляет собой двустенный металлический котел с герметически закрывающейся крышкой. На дно автоклава наливают воду, в рабочую камеру помещают стерилизуемые предметы, закрыва­ют крышку, сначала не завинчивая ее герметически. Включают наг­ревание и доводят воду до кипения. Образующийся при этом пар вы­тесняет из рабочей камеры воздух, который выходит наружу через от­крытый выпускной кран. Когда весь воздух будет вытеснен, и из крана пойдет непрерывной струей пар, кран закрывают, крышку закрывают герметически. Доводят пар до нужного давления под контролем мано­метра. Температура пара зависит от давления: при нормальном ат­мосферном давлении стрелка манометра стоит на 0 атм. - температура пара 100°С, при 0,5 атм. - 112°С, при 1 атм. -121°С, при 1,5 атм. - 127°С, при 2 атм. - 134°С. По окончании стерилизации автоклав отключают, ждут, пока давление не снизится, выпускают постепенно пар и откры­вают крышку. Обычно при давлении 1 атм. в течение 20-40 минут сте­рилизуют простые питательные среды и растворы, не содержащие бел­ков и углеводов, перевязочный материал, белье. Стерилизуемые мате­риалы должны быть проницаемы для пара. При стерилизации матери­алов в больших объемах (хирургические материалы) время увеличива­ют до 2 часов. При давлении 2 атм. производят обеззараживание па­тологического материала и отработанных культур микробов.

Питательные среды, содержащие сахара, нельзя стерилизовать при 1 атм., так как они карамелизуются, поэтому их подвергают дробной стерилизации текучим паром, или автоклавированнию при 0,5 атм.

Для контроля режима стерилизации применяются биологический и физический методы. Биологичесжй метод основан на том, что од­новременно со стерилизуемым материалом помещают споры Bacillus stearothermophilus, которые погибают при 121°С за 15 минут. После проведения стерилизации споры не должны дать рост на питательной среде. Физический метод основан на применении веществ, имеющих определенную точку плавления, например, серу (119°С), бензойную кислоту (120°С). Запаянные трубки, содержащие вещество в смеси с сухим красителем (фуксин) помещают в автоклав вместе со стерилизу­емым материалом. Если температура в автоклаве достаточна, веще­ство расплавится и окрасится в цвет красителя.

Стерилизация текучим паром_проводится в аппарате Коха или в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Воду в аппарате нагревают до 100°С. Образующийся пар проходит через заложенный материал и стерилизует его. Однократная обработка при 100°С не убивает споры. Поэтому применяют дробный метод сте­рилизации - 3 дня подряд по 30 минут, в промежутках оставляя на сут­ки при комнатной температуре. Прогревание при 100°С вызывает теп­ловую активацию спор, вследствие чего они прорастают до следующе­го дня в вегетативные формы и погибают при втором и третьем про­гревании. Вследствие этого стерилизация текучим паром могут под­вергаться только питательные среды, т.к. для прорастания спор необ­ходимо наличие питательных веществ.

Для материалов, разрушающихся при 100°С (например, сыворот­ки, питательные среды, содержащие белок) применяют другой вид дроб­ной стерилизации - тиндализацию. Стерилизуемый материал прогревают на водяной бане при 56-60°С в течение 5-6 дней подряд - в первый день в течение 2 часов, в остальные дни по 1 часу.

Стерилизация облучением

УФ-лучи. Лампы ультрафиолетового излучения используют для обез­зараживания воздуха лечебных учреждений, бактериологических бок­сов и лабораторий, а также для стерилизации жидкостей с помощью особых аппаратов.

Стерилизации ионизирующим излучением подвергаются в меди­цинской и микробиологической промышленности разнообразные объекты: лекарственные средства, перевязочные материалы, шелк, хирургические перчатки, одноразовые шприцы, пластмассовые труб­ки для внутривенного введения и многие другие материалы.

Применение ионизирующей радиации имеет ряд преимуществ пе­ред тепловой стерилизацией. При стерилизации с помощью ионизиру­ющего излучения температура стерилизуемого объекта поднимается незначительно, в связи с чем такие методы называют холодной сте­рилизацией. При стерилизации в больших масштабах может быть соз­дан конвейер. Материалы стерилизуют в упакованном виде. Имеется два вида оборудования для облучения - гамма-установки с кобальтом-60 и ускорители электронов.

ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ

Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и ле­чении различных заболеваний. Для борьбы с микробами ис­пользуют методы асептики, антисептики, дезинфекции и анти­микробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.

Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ

Введение. Асептика - система мероприятий, предупрежда­ющих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при ле­чебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроор­ганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предус­матривает соблюдение особых санитарно-гигиенических пра­вил и приемов работы, а также специальную обработку инстру­ментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стери­лизация) уничтожения микробов.

Антисептика - комплекс лечебно-профилактических меро­приятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.

Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основ­ные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения прак­тической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.

Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей сре­ды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (за­грязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.

▲ План

▲ Программа

1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.

2. Антимикробное действие физических и химических факторов.

3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.

4. Методы контроля эффективности стерилизации, дей­ствия антисептических и дезинфицирующих веществ.

Демонстрация

1. Аппаратура, используемая при стерилизации: авто­клав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.

А Задание студентам

1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактери­альными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.

2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную па­лочку.

3. Учесть результаты опытов, поставленных для опреде­ления антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.

Методические указания

Методы стерилизации

I. Физические методы. Воздействие высоких темпе­ратур. Высокая температура обладает микробицидным действи­ем благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.

Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой тем­пературе требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пи­петки и др.).

Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерили­зации, который широко применяют не только в микробиоло­гической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и со­блюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной тем­пературой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кисло­ту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный матери­ал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала про­изводят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).

Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и про­должительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)

0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30

1 121 15-20 1,5 127 15-20

Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он приме­няется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдер­живает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания приме­няют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют мате­риал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.

Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).

Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-

Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериоло­гических петель, препаровальных игл, пинцетов.

Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для сте­рилизации одноразовых медицинских инструментов и бактери­ологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования мик­робов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.

И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабо­раторной практике широко применяют бумажные и полимер­ные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, стро­го откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование ис­пользуют для стерилизации жидких материалов, не выдержива­ющих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.

III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным дей­ствием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Хи­мическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использо­вания, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизу­ющим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.

Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроор­ганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эф­фективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-хими­ческие индикаторы - вещества, которые претерпевают види-

мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.

Методы дезинфекции

Для дезинфекции применяют физические и химические ме­тоды.

I. Физические методы. Воздействие высоких темпера­
тур.

Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструмента­рий, предметные и покровные стекла и некоторые другие пред­меты помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипяче­ния к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении не­которые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бакте­рий сохраняют жизнеспособность.

Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бакте­риальных спор. Нагревание материала производится при тем­пературе 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим бы­стрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафи­олетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэто­му УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтоже­ния микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обыч­но используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воз­духа в медицинских учреждениях, микробиологических лабо­раториях и т.д.

Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным дей­ствием на большинство микроорганизмов, включая вегетатив­ные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, виру­сы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и меди­цинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.

II. Химические методы. Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото­
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со­
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10 % раствор двутретьеосновной соли гипо-

Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зави­сят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не прони­кают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.

Методы антисептики

В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное дей­ствие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые рас­творы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные ве­щества добавляют также к материалам, используемым при из­готовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.

Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипя­чению; контрольные пробирки никакому воздействию не под­вергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.

Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуе­мых образцов (или смывов с поверхности крупных инструмен­тов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.

Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) сус­пензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать

при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.

Определение антимикробного действия антисептических и дез­инфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим со­держанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контроль­ные пробы действию химических веществ не подвергать. От­метить результат поставленного опыта и сделать заключение.

2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой ста­филококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии ис­следуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бак­терий, образующихся вокруг дисков.

Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ

Введение. Антимикробные препараты (природные и синте­тические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необ­ходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказываю­щего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Ши­рокое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (поли­резистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.

▲ Программа

1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.

2. Оценка действия на бактерии антимикробных пре­паратов методом дисков.

3. Определение минимальной ингибирующей концент­рации (МИК) антимикробных препаратов методом се­рийных разведений.

А. Демонстрация

1. Антимикробные препараты различных групп.

2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антими­кробными препаратами, для определения чувствитель­ности к ним бактерий.

3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важней­ших групп антибиотиков и механизмы их антибакте­риального действия.

Задание студентам

1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.

2. По результатам поставленного опыта определить ми­нимальную ингибирующую концентрацию пеницил­лина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.

Методические указания

Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Дан­ный метод применяют для определения минимальной подав­ляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бак­терий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовле­ния серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питатель­ной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плот­ности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль куль­туры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подав­ляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.

шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.

Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чув­ствительности, осуществляют на основании критериев, приве­денных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях пре­парата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при ис­пользовании средних терапевтических доз антибиотиков. К уме­ренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не по­давляется препаратом в концентрациях, создаваемых в орга­низме при использовании максимально допустимых доз.

Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений

Продолжение

промежу­точные (D

Микротест-системы для определения чувствительности к ан­тимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Опреде­ляют чувствительность исследуемой культуры к двум концент­рациям каждого антибиотика: средней терапевтической и мак­симальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и го­товят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разлива­ют в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки ис­следования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в при­сутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма при­водит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельнос­ти микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.

Определение клинической чувствительности бактерий к анти­микробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание пре­парата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патоген­ных бактерий. Название препарата и его количество обозначе­но на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержа­щую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засе­вают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятст­вующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверх­ность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку поме­щают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне рав­номерного бактериального газона вокруг дисков образуются

Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет резуль­татов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавле­ния роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствитель­ности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.

Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)

Пенициллины

Цефалоспорины

Продолжение

*Предварительные данные.

Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорас­тущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно просто­го состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей ве­ществ, способных снижать активность антибиотиков или пре­пятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.

Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех мед­ленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (My­cobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определе­нии чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Ne­isseria spp., определенные виды стрептококков), следует исполь­зовать специальные питательные среды и дополнительные кри­терии при интерпретации полученных результатов.

Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибио­тикам (полимиксин, ристомицин).

Количественное определение чувствительности бактерий к ан­тимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представ­ляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий оп­ределять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стан­дартные полимерные полоски, приготовленные по специаль­ной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизован­ные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерыв­ного градиента концентрации. На другой стороне полоски

Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов мето­дом серийных разведений

Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении по­лоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствую­щего шкале. Процедура определения чувствительности с помо­щью Е-теста осуществляется аналогично тестированию мето­дом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образу­ется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные кри­терии (табл. 7.2.3).

ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

Введение. Экология микроорганизмов является разделом об­щей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных био­топах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных био­ценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания чело­века, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.

Санитарно-бактериологические исследования лежат в осно­ве практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объ­ектом изучения медицинской микробиологии является нор­мальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболоч­ках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микро­флора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созре­вание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда ви­таминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.

Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, харак­тера питания и др. Кроме того, колебания в составе микро­флоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, преж­де всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка ка­чественного и количественного состава микрофлоры орга­низма человека по определенным показателям позволяет вы­явить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним по­следствия.

Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ

ж Программа

1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.

2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их зна­чение.

3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.

4. Методы определения микробного числа воздуха.

5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.

А Демонстрация

1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.

2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.

3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).

а Задание студентам

1. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.

2. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воздуха по результатам определения микроб­ного числа.

3. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния почвы по результатам определения микроб­ного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.

4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.

▲ Методические указания

Микробиологические методы исследования окружающей среды

Для оценки санитарно-гигиенического состояния различ­ных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, це­левое назначение которых состоит в определении эпидемичес­кой опасности. Однако прямое обнаружение патогенных мик­робов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде все­го низкой концентрацией данных микробов, которые, как пра­вило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвен­ные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).

Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов

Санитарно-показательными микробами, свидетельствующи­ми о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бак­терии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным по­казателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно дав­нее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных раз­множаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличе­ние количества этих бактерий может свидетельствовать о за­грязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.

Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП

Escherichia Смесь + - +

coli кислот

Citrobacter То же + - р + +

freundii

Enterobacter Бутан- - + - + +

aerogenes диол

Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - от­рицательная реакция, р - различные реакции.

Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаруже­ние этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетель­ствует о гнилостном распаде.

Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзит­ными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капелька­ми слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемо­литических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и явля­ющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Sta­phylococcus aureus является факультативным обитателем носо­глотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присут­ствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одно­временное обнаружение золотистого стафилококка и гемоли­тических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.

Санитарно-бактериологическое исследование воды

Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-

Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают па­раллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глу­бине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.

Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обна­руживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л во­ды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.

Метод титрования. Производят посев различных объ­емов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, инди­катор Андреде и поплавок), причем для посевов больших ко­личеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.

Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объ­емах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб произво­дят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семей­ства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бак­терий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.

Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мем­бранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной

Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды

Коли-титр

из 3 объ­емов по 100 мл

водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окра­шивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтро­вальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.

Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)

Показатель

Число микробов в 1 мл воды, не более 100

Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3

(коли-индекс), не более

Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-крат­ные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-

Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифферен­циальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифици­руют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки обра­зуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.

Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.

Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.

Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристалличес­кий фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.

Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % пита­тельного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.

При определении индекса E.faecalis пользуются статистичес­кими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропус­кают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных диф­ференциально-диагностических сред.

Санитарно-бактериологическое исследование воздуха

Определение микробного числа воздуха. Количественные ми­кробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильт­рации.

Седиментационный метод. Две чашки Петри с пита­тельным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чис­тым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.

Аспирационный метод. Это более точный количест­венный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.

Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования

При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микро­организмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:

а х 1000 х ~ у

где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .

При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептокок­ков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выбо­рочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.

Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолето­вым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолето­вый (1:50 000).

Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).

Для исследования воздуха могут применяться и другие при­боры (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-

Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воз­духа пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.

При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредствен­ное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутриболь­ничных инфекций стафилококковой этиологии проводят ис­следования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определя­ют идентичность стафилококков, выделенных из объектов ок­ружающей среды, а также от больных и обслуживающего пер­сонала. Нормативные показатели микробного числа и содер­жания Staphylococcus aureus, Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница

Стерилизация – полное освобождение объектов внешней среды от вегетативных и покоящихся форм микроорганизмов путем использования физических или химических факторов.

Антисептика – комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных на уничтожение микроорганизмов в ране, другом патологическом образовании или организме в целом.

Асептика - комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных на предупреждение внедрения возбудителей инфекции в рану, ткани, органы, полости тела больного при любых медицинских (диагностических в том числе) манипуляциях.

Стерилизация проводится с целью: 1) предупреждения заноса микроорганизмов в организм человека при медицинских вмешательствах; 2) исключения микробной контаминации лекарственных и диагностических материалов, питательных сред и культур клеток, используемых при микробиологических и иммунологических исследованиях.

Этапы стерилизации

Стерилизация изделий медицинского назначения включает три этапа: 1) дезинфекцию; 2) предстерилизационную очистку и 3) собственно стерилизацию. Дезинфекции подлежат все изделия после применения их у пациентов.

Дезинфекцию изделий проводят с целью уничтожения патогенных и условно-патогенных микроорганизмов, в том числе возбудителей вирусных гепатитов и ВИЧ-инфекции, микобактерий туберкулеза и грибов, включая род кандида. После дезинфекции изделия промывают водой, высушивают и применяют по назначению или подвергают предстерилизационной очистке и стерилизации.

Предстерилизационную очистку проводят с целью удаления белковых, жировых и механических загрязнений, а также остатков лекарственных препаратов.

Стерилизацию изделий проводят с целью уничтожения микроорганизмов всех видов, в том числе споровых форм. Стерилизации подлежат все изделия медицинского назначения, соприкасающиеся с раневой поверхностью, слизистыми оболочками при риске вызвать их повреждения, а также контактирующие с кровью или инъекционными препаратами.

Дезинфекция изделий медицинского назначения.

Дезинфекцию изделий медицинского назначения осуществляют физическим и химическим методами. Выбор метода зависит от особенностей изделия, материалов, используемых при производстве изделий, и их назначения.

Физический метод дезинфекции включает кипячение, воздействие водяного насыщенного пара или сухого горячего воздуха.

Кипячение инструментов проводят в дистиллированной воде в течение 30 мин с момента закипания или в воде с добавлением 2% раствора питьевой соды (натрия двууглекислого) в течение 15 мин с момента закипания. Данному виду дезинфекции подвергают изделия из стекла, металлов, термостойких полимерных материалов и резин. Перед кипячением изделия очищают от органических загрязнений, промывая водопроводной водой или раствором дезинфицирующих средств, не обладающих фиксирующим действием, в специальные емкости (с соблюдением мер безопасности при работе с биологическим материалом). Промывные воды далее дезинфицируют.

Паровым методом с использованием водяного насыщенного пара под избыточным давлением дезинфицируют изделия из стекла, металлов, резин, латекса, термостойких полимерных материалов. Их складывают в стерилизационные коробки (биксы) и помещают в паровой стерилизатор (автоклав). Автоклавирование происходит при 110С в течение 20 мин. Предварительная очистка изделий от органических загрязнений не требуется.

Воздушным методом дезинфицируют изделия из стекла, металлов, силиконовой резины в открытом виде на полках воздушного стерилизатора (сухожаровой печи) при температуре 120С в течение 45 мин. При этом требуется обязательная предварительная очистка изделий от органических загрязнений.

Физический метод дезинфекции изделий медицинского назначения прост, экологически чист и безопасен для персонала.

Химический метод дезинфекции предполагает использование растворов химических веществ-дезинфектантов, куда погружают медицинские изделия сразу после их применения у пациентов. Предварительно изделия очищают от органических загрязнений во избежание снижения эффективности рабочих растворов. Разъемные изделия дезинфицируют в разобранном виде, каналы и полости изделий должны быть заполнены дезинфицирующим раствором. Изделия, не соприкасающиеся непосредственно с пациентом, могут быть обеззаражены путем двукратного протирания салфеткой, смоченной раствором дезинфицирующего средства.

Для химического метода дезинфекции применяют вещества, обладающие вирулицидным действием в отношении возбудителей вирусных гепатитов и ВИЧ-инфекции (Аламинол, Жавель, Лизоформин-3000, ПВК, Комбидезинфектант инструментария и др.), а в противотуберкулезных организациях – вещества микобактерицидного действия (Сайдекс, Септодор, Хлорамин Б, Жавелион ). Дезинфекция проводится по режимам, рекомендованным для этих инфекций. Дезинфицирующие средства, не обладающие такими свойствами, не должны использоваться для обеззараживания изделий медицинского назначения.

Хлорсодержащие вещества, а также большинство средств на основе перекиси водорода предназначают для изделий из коррозионностойких металлов, резин, пластмасс, стекла. Применение спирта этилового рекомендуют только для дезинфекции изделий из металлов после предварительной очистки их от органических соединений. Альдегидсодержащие средства рекомендованы для изделий из стекла, металлов, полимерных материалов, в том числе термолабильных. Для дезинфекции изделий медицинского назначения допускается применение перекиси водорода.

В целях предотвращения выработки устойчивости микроорганизмов к дезинфицирующим средствам рекомендуется еженедельная смена химических дезинфектантов, входящих в иную группу препаратов по активно действующему веществу.

По окончании дезинфекции медицинские изделия промывают проточной водой, проводят механическую очистку их ершами, щетками, салфетками, после чего используют по назначению или переходят к следующему этапу стерилизации – предстерилизационной очистке.